Еще одно полезное сравнение: многие антибактериальные агенты (например, против E. coli) могут повысить LD50 этого патогена ~500-раз, используя антибиотики [12] или ~850-раз, используя антитела [13]. Например, LD50 млекопитающих для E. coli составляет ~0.1-1 x 106 ПЕ/мл, а в присутствии антибиотиков это число возрастает до ~108 ПЕ/мл. Используя 1-теработ терапевтическую дозу микрофагоцитов, даже такая высокая концентрация бактерий в кровеносной системе, как ~1011 ПЕ/мл (~20% крови при этом будет заражено микроорганизмами объемом ~2 мкм3), может контролироваться микрофагоцитами, что дает суммарную эффективность в ~1000 раз, перед естественными фагоцитами. И эта эффективность будет достигнута с помощью наномедицины.
С минимальными дополнениями к конструкции, микрофагоцит может быть использован для лечения боевой токсемии - распространения в человеческом теле патогенов, вырабатываемых бактериями. Например, у подопытных обезьян наблюдался септический шок с использованием бактерии E. coli с концентрацией 425 x 106 ПЕ/мл. При этом концентрация патогенного бактериального липополисахарида (ЛПС) в их крови выросла от 0.076 нанограмм/мл (нормальное количество) до максимальной концентрации 1.130 нг/мл [14]. При проведении другого исследования, уровень эндотоксина, в течение бактериальной инфекции, вырос от 0.2 до 2 нг/мл в крови подопытной свиньи [15]. Для устранения ~2 нг/мл ЛПС эндотоксина из крови [16], необходимо изолирование и энзимная переработка ~8 x 1014 ЛПС молекул из кровяного объема в ~5400 см3, или около ~800 ЛПС молекул на 1 наноустройство, предполагая терапевтическую дозу в 1 теработ модифицированных нанофагоцитов..
Высокая смертность (от 30%-50%) связана с реакцией пациента на ЛПС, которые провоцируют производство цитокинов IL-1beta и IL-6, которые вызывают неконтролируемое воспаление в тканях и дисфункцию органов [17]. Мы уже упоминали, что малые концентрации (~нг/мл) молекул ЛПС производятся бактериями живущими в человеческом теле, однако уничтожение бактерий с помощью антибиотиков оставляет в крови большое количество ЛПС (до ~105 нг/мл [17]). Использование искусственных микрофагоцитов предполагает полное "переваривание" бактерий, включая уничтожение мембранных ЛПС. Поэтому микрофагоциты представляют антимикробную терапию, не производящую септического шока.
Если перед внедрением микрофагоцитов в кровь пациента, она уже содержит большое количество воспалительных цитокинов, то необходимо произвести первичную противовоспалительную терапию, внедрив в кровь пациента наноустройства класса респироцитов [2] (например, фармацитов [1]) для удаления молекул цитокинов. Такой совместный подход уже обсуждался в [1, 18]. Внутривенная терапевтическая доза фармацитов микронных размеров в размере 1-теработ (каждый наноробот имеет ~105 молекулярных сортирующих роторов и резервуар объемом ~0.5 мкм3 для хранения цитокинов) может понизить содержание цитокинов в крови от ~100 нг/мл [210] (~3 x 10- 9 молекул/нм3) до нормального уровня ~10 пг/мл [211] (~3 x 10- 13 молекул /нм3) в течение ~200 секунд, используя для хранения молекул ~0.1% от объема резервуаров наноустройств. Удаление ~105 нг/мл молекул ЛПС займет ~100% объема резервуаров фармацитов.
Микрофагоциты будут также полезны при лечении менингитов цереброспинной жидкости и респираторных заболеваний. Нанороботы также могут устранить такие небактериальные патогены, как вирусы, микроскопические паразиты и пр. Вне человеческого тела микрофагоциты могут служить для очищения биологически опасных сред, токсических органических материалов и пр.
Списоклитературы
1. Robert A. Freitas Jr., Nanomedicine, Volume I: Basic Capabilities, Landes Bioscience, Georgetown, TX, 1999. See at: http://www.nanomedicine.com/.
2. Robert A. Freitas Jr., "Exploratory Design in Medical Nanotechnology: A Mechanical Artificial Red Cell," Artificial Cells, Blood Substitutes, and Immobil. Biotech. 26(1998):411-430. See at: http://www.foresight.org/Nanomedicine/Respirocytes.html.
3. Robert A. Freitas Jr., "Clottocytes: Artificial Mechanical Platelets," Foresight Update No. 41, 30 June 2000, pp. 9-11. See at: http://www.imm.org/Reports/Rep018.html.
4. Robert A. Freitas Jr., "Microbivores: Artificial Mechanical Phagocytes using Digest and Discharge Protocol," March 2001; see at: http://www.zyvex.com/Publications/articles/Microbivores.html.
5. John Heritage, "Septicaemia and Endocarditis," Laboratory and Scientific Medicine, MICR3290 Medical Microbiology, University of Leeds, November 1996; see at: http://www.leeds.ac.uk/mbiology/ug/med/septendo.html.
6. Robert Berkow, Mark H. Beers, Andrew J. Fletcher, eds., The Merck Manual of Medical Information, Merck Research Laboratories, Whitehouse Station NJ, 1997.
7. E.F. Fincher, L. Johannsen, L. Kapas, S. Takahashi, J.M. Krueger, "Microglia digest Staphylococcus aureus into low molecular weight biologically active compounds," Am. J. Physiol. 271(July 1996):R149-R156.
8. H. Hayatsu, T. Miyamae, M. Yamamura, "Heat production as a quantitative parameter of phagocytosis," J. Immunol. Methods 109(9 May 1988):157-160.
9. Augusto Cogoli, Birgitt Bechler, Marianne Cogoli-Greuter, Sue B. Criswell, Helen Joller, Peter Joller, Elisabeth Hunzinger, Ottfried Muller, "Mitogenic signal transduction in T lymphocytes in microgravity," J. Leukocyte Biol. 53(May 1993):569-575; Dennis A. Carson, "Chapter 94. Composition and biochemistry of lymphocytes and plasma cells," in Ernest Beutler, Marshall A. Lichtman, Barry S. Coller, Thomas J. Kipps, eds., William's Hematology, Fifth Edition, McGraw-Hill, New York, 1995, pp. 916-921.
10. Robert K. Murray, Daryl K. Granner, Peter A. Mayes, Victor W. Rodwell, Harper's Biochemistry, 23rd Edition, Appleton & Lange, Norwalk CT, 1993.
11. J.E. Repine, C.C. Clawson, "Quantitative measurement of the bactericidal capability of neutrophils from patients and carriers of chronic granulomatous disease," J. Lab. Clin. Med. 90(September 1977):522-528.
12. S.E. Bucklin, D.C. Morrison, "Bacteremia versus endotoxemia in experimental mouse leukopenia — role of antibiotic chemotherapy," J. Infect. Dis. 174(December 1996):1249-1254.
13. J. Colino, I. Outschoorn, "The form variation of the capsular polysaccharide K1 is not a critical virulence factor of E. coli in a neonatal mouse model of infection," Microb. Pathog. 27(October 1999):187-196.
14. B.C. Wessels, M.T. Wells, S.L. Gaffin, J.G. Brock-Utne, P. Gathiram, L.B. Hinshaw, "Plasma endotoxin concentration in healthy primates and during E. coli-induced shock," Crit. Care Med. 16(June 1988):601-605.
15. O. Rokke, A. Revhaug, B. Osterud, K.E. Giercksky, "Increased plasma levels of endotoxin and corresponding changes in circulatory performance in a porcine sepsis model: the effect of antibiotic administration," Prog. Clin. Biol. Res. 272(1988):247-262.
16. L. Aussel, R. Chaby, K. Le Blay, J. Kelly, P. Thibault, M.B. Perry, M. Caroff, "Chemical and serological characterization of the bordetella hinzii lipopolysaccharides," FEBS Lett. 485(17 November 2000):40-46.
17. J.T.M. Frieling, J.A. Mulder, T. Hendriks, J.H.A.J. Curfs, C.J. van der Linden, R.W. Sauerwein, "Differential Induction of Pro- and Anti-Inflammatory Cytokines in Whole Blood by Bacteria: Effects of Antibiotic Treatment," Antimicrob. Agents Chemother. 41(July 1997):1439-1443.
18. Robert A. Freitas Jr., "Nanopyrexia," Foresight Update No. 43, 30 December 2000, pp. 14-16. See at: http://www.imm.org/Reports/Rep022.html.
19. J. Hulkkonen, P. Laippala, M. Hurne, "A rare allele combination of the interleukin-1 gene complex is associated with high interleukin-1b plasma levels in healthy individuals," Eur. Cytokine Netw. 11(April 2000):251-255.